Амилолитические ферменты

              Ферментативные реакции, подобно обычным химическим реакциям, ускоряются при повышении температуры. Установлено, что повышение температуры на каждые 10о С увеличивает скорость ферментативной реакции в 1,5 – 2 раза (такая закономерность для большинства ферментов проявляется в интервале от 10 до 30оС). Показано, что возрастание температуры на 1оС повышает активность фермента на 4 – 10 %. Однако при температуре 50оС и выше происходит постепенное снижение активности фермента. Дальнейшее нагревание (до 60 – 70оС) приводит к постепенной денатурации и инактивации фермента. Степень инактивации зависит также от длительности температурного воздействия.

              Ферменты весьма чувствительны к изменениям величины рН среды. Каждый фермент имеет оптимум рН, при котором он наиболее активен. Для большинства ферментов оптимальная величина рН близка к нейтральной       ( рН=7,0). Таким образом, максимальная активность ферментов проявляется при физиологических значениях рН, а в кислой и щелочной средах их активность снижается. Из этого правила имеются, впрочем, исключения. Например, пепсин, содержащийся в желудочном соке активен лишь в очень кислой среде, а трипсин (протеолитический фермент животного происхождения, содержится в соке поджелудочной железы) при этих значениях рН полностью ингибируется. Оптимум действия трипсина лежит в пределах рН=8, т.е. в щелочной среде.

              Кроме температуры, величины рН, концентрации субстрата большое влияние на активность ферментов оказывает присутствие ряда химических соединений. Одни из них повышают активность ферментов, другие, напротив, подавляют ее. Иногда, впрочем, соединения, являющиеся ингибиторами для одних ферментов, могут быть активаторами для других (чаще всего это относится к ионам металлов).

2.1.6. Ингибирование ферментов

Процесс ингибирования ферментов может быть обратимым и  ингибирование ферментативных реакций.  Конкурентное ингибирование возникает тогда, когда в среде одновременно присутствуют субстрат исходный по структуре с ним ингибитор (структурный аналог субстрата). В этом случае субстрат и ингибитор конкурируют за активный центр фермента.

Тормозящее действие конкурентного ингибитора на фермент зависит от концентрации субстрата. Если в окружении фермента находится много молекул  субстрата  и  мало  молекул  ингибитора,  то  во  взаимодействие  с

активным центром фермента значительно чаще вступает субстрат. В этом случае ферментативная реакция не прекращается, а лишь замедляется. Если в инкубационной среде создать избыток субстрата, то конкурентное ингибирование прекращается.

В случае неконкурентного торможения (ингибирования) ингибитор не имеет структурного сходства с субстратом. Поэтому повышение концентрации субстрата не может привести к вытеснению ингибитора из комплекса фермент-ингибитор, как это происходит при конкурентном торможении.

             2.1.7.Активация ферментов

Наряду с ингибиторами ферментов существуют также и активаторы ферментов. Весьма часто роль активаторов выполняют ионы металлов. Нередко действие   иона металла в качестве активатора заключается в связывании субстрата с ферментом. В ряде случаев действие ионов металлов абсолютно специфично, т.е. для активации данного фермента требуется наличие определенного иона. Однако имеются ферменты, способные в одинаковой степени активироваться одними и теми же ионами металлов. Ион металла может являться постоянным компонентом активного центра фермента. Такие ферменты получили название истинных металлоферментов. В других случаях ион металла не связан постоянно с ферментом и может функционировать только как мостик между ферментом и субстратом. В этом случае образование фермент-субстратного комплекса идет ступенеобразно. Чаще сначала ион металла соединяется с ферментом, а затем уже возникает комплекс фермент-металл-субстрат.

В качестве активаторов ферментов могут выступать также цистеин, свободные SH-группы. Активирующий эффект подобных соединений заключается в том, что они восстанавливают дисульфидные связи (– S – S – связи) неактивного фермента с образованием свободных SH-групп, которые необходимы ферменту для проявления его каталитической активности.

Другим примером активации является превращение неактивных

предшественников ферментов (проферментов, или зимогенов) в активные ферменты. В этом случае в основе активации лежит гидролиз одной или нескольких пептидных связей в молекуле профермента под действием протеолитических ферментов. Так, в состав полипептидной цепи профермента трипсина (протеолитического фермента животного происхождения) – трипсиногена – входят 229 аминокислотных остатков. В результате гидролиза пептидной связи между 6-м и 7-м аминокислотными остатками от полипептидной цепи трипсиногена отщепляется N-концевой гексапептид, после чего создаются условия для формирования активного центра трипсина.

              2.1.8. Единицы активности ферментов.

Определение количественного содержания ферментов в биологических объектах представляет известные трудности, потому что за редким исключением ферменты в тканях присутствуют в ничтожно малых концентрациях. Поэтому непосредственно определяют не концентрацию фермента, а активность фермента. Об активности фермента судят по скорости ферментативной реакции, т.е. по скорости убыли субстрата или по скорости образования продуктов реакции.

              Международный биохимический союз рекомендовал международную единицу активности фермента (МЕ).  Одна международная единица соответствует тому количеству фермента, которое катализирует превращение 1мкмоль субстрата за 1мин. В оптимальных для этого фермента условиях. Однако МЕ не может считаться единицей системы СИ, т.к. минута является внесистемной единицей.

              Единицей активности ферментов в СИ является катал (кат) и его производные (мкат и др.). Один катал – это количество фермента, которое необходимо для каталитического превращения одного моля субстрата за       1 сек.

2.1.9. Внутриклеточная регуляция ферментативной активности.

1) Простейший тип регуляции ферментативной активности, т.е. регуляции метаболических процессов, затрагивает основные параметры, влияющие на скорость ферментативной реакции (рН среды, температура, концентрация субстрата и коферментов, присутствие ингибиторов и активаторов). Например, любой процесс, способный изменить реакцию среды внутри клетки, может влиять на скорость той или иной ферментативной реакции. Если в норме концентрация субстрата в клетке ниже значения константы Михаэлиса, то скорость ферментативной реакции будет резко изменяться в зависимости от содержания субстрата.

2) Другой общий путь регуляции метаболических процессов обеспечивается действием т.н. аллостерических ферментов.  Важные представления о механизме этого явления были сформулированы французскими исследователями Ф. Жакобом, Моно и Шанже в 1963 г.  Они остулировали положение, согласно которому снижение или повышение активности ферментов in vivo обычно является следствием изменения стерической конфигурации – конформации молекул фермента в результате присоединения соответствующих ингибиторов или активаторов, в роли которых выступают различные метаболиты, к другим, некаталитическим участкам фермента. Эти участки получили название аллостерических или регуляторных центров (греч. аllos – иной, другой). В результате присоединения ингибитора к аллостерическому центру фермента (аллостерический ингибитор) взаимодействие его активного центра с субстратом становится невозможным, несмотря на то, что активные группировки в каталитическом участке фермента остаются неблокированными. Напротив, под влиянием аллостерического активатора происходят такие изменения конфигурации активного центра, которые приводят к повышению каталитической активности фермента.

              3)  Третьим типом регуляции ферментативной активности является изменение концентрации фермента в результате стимулирования или ингибирования его биосинтеза либо изменения скорости его катаболизма.

              4) Кроме того, существует еще регуляция ферментативной активности с помощью взаимозаменяемых форм ферментов. Например, фосфорилаза мышечной ткани, катализирующая расщепление гликогена, может находится в двух формах – (а) и (б). В физиологических условиях активной является преимущественно фосфорилаза в форме (а). Но, под влиянием некоторых факторов (под действием гормонов, например) фосфорилаза (а) может превратиться в фосфорилазу (б).

2.1.10.Методы определения активности ферментов

Прежде чем преступить к выделению фермента, необходимо избрать и тщательно отработать метод определения активности, под контролем которого производится выбор наиболее эффективных приемов очистки ферментов, а затем и выполнение последовательных стадий его препаративного получения. Активность фермента меняется при различных условиях реакции и зависит от температуры, рН среды, от концентраций субстратов и кофакторов. Учитывая это, при определении активности фермента на разных стадиях очистки необходимо строго соблюдать одни и те же условия. Желательно не ограничиваться определением активности по одному какому-либо методу. Количество субстрата, превращаемого в условиях теста по определению активности фермента, должно быть пропорционально количеству последнего и времени инкубирования. Если же нет такой пропорциональности, то активность рассчитывают по предварительно построенному калибровочному графику, отражающему зависимость скорости реакции от количества единиц фермента. Когда ход реакции не линеен во времени, следует определять начальную скорость реакции (по тангенсу угла наклона касательной к начальному отрезку кривой превращения). Для этого легче всего применять такие методы изменения активности, которые позволяют непрерывно следить за ходом превращения во времени: спектрофотометрические методы, потенциометрические, полярографические и т.п. Для измерения скорости ферментативной реакции необходимо выбрать буфер, который не тормозит исследуемую активность и обеспечивает поддержание рН раствора, близкой к оптимальной для данного фермента. Реакцию проводят при температуре, лежащей в большинстве случаев в пределах 25-400С. При исследовании ферментов, требующих присутствия кофакторов (ионов металлов, коферментов и др.), концентрация которых может снижаться по мере очистки фермента, в реакционную смесь следует добавлять недостающие кофакторы, например соли металлов, АТФ, НАДФ и т.п. Также для определения активности ферментов вводят стабилизаторы в состав опытных смесей. Во многих случаях добавление желатина, альбумина и других добавок предотвращает денатурацию ферментного белка.

Спектрофотометрические методы. Спектрофотометрические методы основаны на поглощении света в определенных участках спектра многими соединениями, являющимися активными группами ферментов, субстратами или продуктами реакции. Положение максимума поглощения при определенной длине волны определяется наличием в исследуемом материале определенных групп - аналитических форм. Для измерения спектров используют специальные приборы - спектрофотометры, фотометрические абсорбциометры и др. Этот метод отличается высокой чувствительностью, быстротой определения, малым расходованием фермента и реактивов и позволяет следить за течением реакции во времени. Для этого реакционную смесь помещают в кювету, вставленную в термостатируемый кюветодержатель. Через малый промежуток времени после добавления фермента (или субстрата) и быстрого перемешивания измеряют поглощение при длине волны, характерной для используемого субстрата или конечного продукта, образующегося в данной реакции. С помощью спектрофотометрического метода можно измерять непосредственно концентрацию некоторых ферментов (после достаточной очистки) по величине характерных максимумов поглощения прочно связанных коферментов (простетических групп). Необходимо иметь произвольно выбранную единицу фермента, с помощью которой можно было бы количественно выразить чистоту и активность различных фракций. В большинстве случаев выбор единицы зависит от избираемого метода определения. В случае спектрофотометрического метода такой единицей может служить количество фермента, которое вызывает определенное изменение в оптической плотности за определенное время при данных условиях опыта; если определяется продукт реакции, то единицей будет количество фермента, которое вызывает образование определенного количества вещества в минуту, и т.д. Тогда удельную активность фермента, которая является мерилом чистоты ферментного препарата, выражают числом единиц в 1 мг вещества (белка).

Для целей определения ферментов могут быть использованы не только измерение поглощения света, но также измерения флюоресценции - спектрофлюорометрические методы. Такое определение активности фермента в ряде случаев по чувствительности превосходит спектрофотометрические методы на целый порядок величины. Некоторые коферменты и субстраты обладают сильной флюоресценцией. НАД и НАДФ в восстановленном состоянии имеют сильную флюоресценцию и не флюоресцируют в окисленном состоянии. Поэтому спектрофлюорометрию используют для изучения кинетики и механизма действия никотинамидных и флавиновых ферментов.

Колориметрические (фотометрические) методы. В основе этих методов лежит измерение при помощи визуального или фотоэлектрического колориметра окрашенного продукта, образующегося при взаимодействии субстрата или продукта действия фермента со специфическими реактивами, которые обычно добавляются в фиксированную опытную пробу, взятую после остановки ферментативной реакции. Эти методы весьма разнообразны. Разработаны количественные методы, основанные на биуретовой реакции, при которой состав белка, очевидно не должен сказываться на результатах определения, т.к. эта реакция на пептидные связи, а не на боковые группы в белке. Метод Горнелла и соавторов, основанный на измерении полосы поглощения в области 550-650 нм, используется для определения значительных количеств (1-10 мг) белка в пробе. Предлагаются биуретовые микрометоды, основанные на поглощении ультрафиолетовых лучей медно-белковыми комплексами: они позволяют определять 0.1 - 2.0 мг белка в пробе. Число небелковых веществ, которые могут влиять на определения с помощью биуретовой реакции, невелико, но следует вносить поправки на те вещества, которые присутствуют в высоким концентрациях (соли аммония, сахароза). Наиболее ценными являются те фотометрические методы, которые позволяют следить во времени за ходом ферментативной реакции без ее прекращения по изменению окраски хромогенного субстрата или добавленного индикатора. Метод Фолина и Чиокальто, предложенный для определения количества белка, основан на хромогенной природе некоторых боковых групп аминокислот, а также на присутствии в белках пептидных связей. Этот метод обладает высокой чувствительностью (на пробу достаточно 0.01 - 0.1 мг белка), но многие небелковые вещества мешают определению.

В настоящее время для определения количества белка широко пользуются измерениями интенсивности поглощения света при 280 нм, которое обусловлено присутствием в белке ароматических аминокислот. Количество этих аминокислот в разных белках различно и ,следовательно, интенсивность неодинакова. В кювете толщиной 1 см у раствора, содержащего 1 мг “усредненного” белка в 1 мл, оптическая плотность равна 1 при длине волны 280 нм. Нуклеиновые кислоты поглощают при 280 нм, но можно сделать поправку на их присутствие, проводя измерения и при 260 нм и при 280 нм. Очень важна быстрота измерения активности ферментов. То же относится и к измерению количества сухого остатка или количества белка. Тем самым предпочитают быстрый метод определения белка путем измерения величины поглощения при 280 нм. Выигранное время важнее, за счет того, что удельное поглощение выделяемого белка иногда значительно отличается от средней величины поглощения смеси белков, присутствовавших в исходном материале.